Dr Didier BOUSSARIE

1. Le furet :

Diète préopératoire

Le transit intestinal est rapide (3 heures) du fait même de la nature du tube digestif qui s'assimile à un long tube indifférencié. Une diète préopératoire de quelques heures est suffisante.

Contention préopératoire

Les principes de contention sont ceux que l'on utilise chez le chat.

Le furet doit être pesé pour éviter les surdosages en anesthésie fixe.

 

A savoir :

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• le furet est sensible à l'hypothermie chirurgicale. Pour éviter cette hypothermie il convient de respecter les règles suivantes :
• prévoir l'utilisation d'un tapis chauffant ou d'un matelas à circulation d'eau chaude isolée du corps du furet par une serviette éponge épaisse.
• éviter les larges désinfections avec l'alcool qui abaisse la température
• réchauffer les liquides de perfusion, de rinçage ou de réhydratation
• prévoir un monitoring opératoire
• l'intubation endotrachéale est parfois délicate (petite taille, risques de spasmes) et elle s'effectue avec une sonde n°2. Les anesthésiques gazeux s'administrent au masque ou à l'aide d'un gant chirurgical.
• il est utile d'induire l'anesthésie gazeuse avec une petite dose d'anesthésique fixe (kétamine 5 mg/kg, tilétamine-zolazépam 7 mg/kg) ou une cage anesthésique (pourcentage à 5 %).
• réalimenter le furet le lendemain de l'intervention

 

Pour en savoir plus :

BOUSSARIE D. (1996). Le furet en consultation. Virbac Info.,58,3.

BOUSSARIE D. (1998). Le furet 2^ème partie. Dominantes pathologiques. Nac Info, 17, 4 p.

HAFFAR A., REVIRON TH. (1998). Opération de convenance chez le furet. Le Point Vét., 29 (188), 51-55.

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2. Le lapin

Il est vivement conseillé d'hospitaliser le lapin la veille, pour ne pas intervenir sur un animal stressé.

Diète préopératoire

Le lapin ne peut pas vomir mais une diète hydrique préopératoire de 2 à 4 heures est conseillée. En effet un volume gastrique important est une cause de variation dans l'effet de la dose anesthésique et une diète va réduire le tympanisme abdominal. Par ailleurs une glycémie basse à de grandes chances de provoquer rapidement un ischémie cérébrale résultant d'un arrêt cardiaque ou respiratoire et une diète prolongée pourra être dangereuse.

Une antibiothérapie prophylactique est utile s'il existe des chances significatives de contamination bactérienne peropératoire.

Contention préopératoire

Ne jamais saisir le lapin brutalement par les oreilles (risque de réflexe otocardiaque mortel). Eviter les contentions drastiques pouvant être à l'origine de mort brutale. Une main doit toujours être placée sur le dos pour éviter les bonds intempestifs.

Le lapin doit être pesé avec précision pour éviter les surdosages en anesthésie fixe.

Principaux anesthésiques utilisables

* Anesthésiques fixes
Chirurgie légère
Tilétamine-zolazpam	10 mg/kg	IM
Chirurgie lourde
Metedomidine Kétamine ± Diazépam	250-300 µg/kg 20 mg/kg 1 mg/kg	SC, IM
Au réveil Antisedan	50 µg/kg	IV, IM
* Anesthésiques gazeux
Halothane	3-4 % à l'induction puis 1-2 % à l'entretien
Isoflurane	3-4 % à l'induction puis 1-2 % à l'entretien
En circuit ouvert ou semi-ouvert Prévoir une induction avec la kétamine (15 mg/kg) ou la tilétamine-zolazepam (10 mg/kg). Anesthésie au masque mais intubation endotrachéale possible. Le lapin doit être place en décubitus dorsal, tête en extension. Utiliser un laryngoscope de petite dimension et pratiquer une anesthésie locale (Tronotane ND) avant intubation.

A savoir :

• le lapin est sensible à l'hypothermie chirurgicale et au collapsus cardiovasculaire. Pour éviter ces complications parfois mortelles :
• utiliser un tapis chauffant
• éviter les larges désinfections à l'alcool qui abaisse la température
• mettre en place une perfusion IV (veine céphalique, veine de l'oreille)
• réchauffer les liquides de perfusion, de rinçage et de réhydratation
• prévoir un monitoring opératoire

Surveillance de l'anesthésie

* Signes à rechercher

• insensibilité au pincement des oreilles
• insensibilité au pincement de la queue
• absence de retrait de la patte au pincement interdigité
• persistance du réflexe cornéen

* Signes inquiétants témoins d'un surdosage ou d'un état de choc

• abolition du réflexe cornéen
• abolition du réflexe anal
• retard de recoloration de la muqueuse labiale (> 2 secondes)
• ralentissement respiratoire (stade chirurgical : 30-40 mouvements/minute)
• ralentissement cardiaque (stade chirurgical : 150 battements/minute)

Réveil

• placer le lapin dans un local chauffé à 28-30°c jusqu'au réveil
• dès les 1ers signes de réveil (tremblement des moustaches, petits mouvements) placer l'animal à 25°c.

Alimentation post-opératoire

• ne pas réalimenter le jour même, laisser à disposition du foin et de l'eau. On peut prévoir une soupe ou une bouillie de légumes pour faire redémarrer le transit intestinal, favoriser l'élimination des crottes et permettre ainsi une coprophagie rapide nécessaire à ces animaux.
• redonner les granulés ou le mélange complet le lendemain de l'intervention.

Pour en savoir plus

BOUSSARIE D. (1997). La chirurgie de convenance des rongeurs et lagomorphes de compagnie, PMCAC.

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2. La perruche et autres Psittacidés

Diète préopératoire

Les oiseaux ne disposent que de très peu de réserves, ce qui conduit à un état d'hypoglycémie rapide en cas de jeûne. Il ne faut donc pas soumettre les oiseaux à un jeûne préopératoire chez les petits sujets et ce jeûne ne doit pas être supérieur à 3 heures chez les sujets de plus de 250 g. Chez les jeunes Psittacidés, il est nécessaire de vidanger le jabot avant intervention, afin d'éviter une fausse déglutition.

Contention préopératoire

Eviter d'intervenir sur un oiseau venant d'être transporté, surtout par temps chaud ou s'il s'agit d'un long trajet.

La capture de l'oiseau doit être rapide et non brutale, centripète c'est à dire en ramenant les ailes et les pattes contre le corps.

Le système respiratoire des oiseaux est complexe (pas d'épiglotte, pas de diaphragme, poumons en continuité avec les sacs aériens). Les poumons ne sont pas mobiles et la respiration est passive, les mouvements respiratoires étant liés au sternum. Tout " serrage " de la région thoracique est dangereux car il s'oppose à ce mécanisme.

• Oiseaux de petite taille (15 à 500 g) du type canari, colombe, perruche. La contention doit être brève, à pleine main, le pouce et l'index enserrant la base du cou ou tenant la tête.
• Oiseaux de taille plus importante de type gabonais, cacatoès, ara. Il faut se méfier du bec et des serres. On utilisera de préférence une serviette souple et épaisse, propre et changée à chaque oiseau. Le principe de la contention est de maintenir la tête bloquée entre le pouce et l'index, les ailes et les pattes de l'autre main.

Préparation de l'anesthésie

Durant la phase d'induction, l'oiseau doit être gardé le plus au calme possible, en situation de stress minimum. La contention doit être rapide, douce et efficace. Les oiseaux sont sensibles à l'hypothermie chirurgicale.

• utiliser un tapin chauffant
• n'arracher qu'un nombre minimum de plumes
• éviter l'alcool qui abaisse la température
• prévoir un monitoring opératoire

Surveillance de l'anesthésie

* Signes à rechercher

• abolition de la réponse aux stimuli douloureux
• disparition des mouvements volontaires, notamment des battements d'ailes
• disparition des réflexes cornéens

* Signes inquiétants voir dramatiques

• mouvements respiratoires amples et espacés ou respiration superficielle
• tétanisation des pattes
• l'arrêt respiratoire est toujours brutale et non rattrapable

Principaux anesthésiques utilisables

* Anesthésiques fixes

Bien s'assurer de la qualité du produit à injecter (en fonction du poids) et de l'état de santé de l'oiseau (minorer les doses sur les sujets malades, obèses, insuffisants respiratoires).

Les réinjections peuvent conduire à un surdosage dangereux.

	Xylaxine + kétamine	Kétamine + médétomidine	Tilétamine - Zolazepam
Dose	3-10 mg/kg + 15-30 mg/kg IM pour oiseau < 500 g 2-25 mg/kg IM pour oiseau > 500 g	3-7 mg/kg + 75-100 µg/kg IM	20-30 mg/kg IM
Induction	5-10 minutes		5 minutes
Temps chirurgical	20 minutes à quelques heures	Idem	Idem
Réveil	long	calme
Remarques		éviter l'antisedan car réveil agité

* Anesthésiques gazeux

C'est la méthode de choix.

Choisir de préférence un circuit ouvert ou semi-ouvert.

	Isoflurane	Halothane
Induction	1-5 minutes pour 3-4 % + O_ : 2-3 litres par minutes	3-5 minutes pour 2 à 4 % + 0_ : 2-3 litres par minutes
Entretien	2,5 % °+ O_ : 1-2 litres /minutes	1-2 % + O_ : 0,5-1,5 litres/mn
Réveil	0_ : 4-5 litres/mn	Idem
Remarques	0,5-2 % en entretien pour aras

Réveil

Un réveil trop long peut conduire à une hypoglycémie et/ou une hypothermie mortelle.

Le réveil est rapide avec les anesthésiques gazeux et l'oiseau peut être replacé immédiatement dans sa cage. Le réveil peut être agité et il faut veiller à ce que l'oiseau ne se blesse pas en se débattant.

On peut pour cela plaquer les ailes au corps avec une bande adhésive et immobiliser les pattes de la même façon.

Dès que l'oiseau est en mesure de se tenir percher, il faut le remettre dans sa cage et le réalimenter.

4. Les tortues

• Examen préopératoire

Identification de l'espèce

Examen clinique

• Rechercher les signes de déshydratation
• Correction de la déshydratation
• administration orale
• administration parentérale
• Préparation préopératoire

Température ambiante

Diète préopératoire utile ou pas ? diète une journée conseillée.

Antibiothérapie préopératoire.

• Lieux d'injection et de prélèvement de sang : V voir Voies d'administration
• Agents injectables V voir Principaux anesthésiques utilisables
• Anesthésie par inhalation
• Intubation : l'orifice trachéal se trouve en arrière de la langue. La bifurcation trachéale est souvent très crâniale chez les tortues terrestres. Il convient donc de ne pas enfoncer la sonde trop loin sous peine de l'introduire dans une bronche souche : on risque alors d'obstruer le poumon opposé et d'en diminuer sa fonction respiratoire lors de l'anesthésie. Le masque peut être plus utile dans certains cas.
• L'intubation nécessite une induction assez profonde à l'aide d'un agent d'induction IV (Propofol 14-15 mg/kg) pour éviter le réflexe de rétraction de la tête.

Choix du circuit

• Circuit ouvert (éventuellement fermé pour les sujets de plus de 5 kg)
• Fournir l'anesthésique sous pression positive car le rythme respiratoire spontané peut devenir très lent. On utilise pour cela un respirateur assisté volumétrique à pression positive réglé au minimum (3-10 cycles/minute, débit 1-2 litres/minutes) ou à défaut une ventilation artificielle avec le ballon réservoir.

Surveillance de l'anesthésie

• Positionnement du sujet
• Immobilisation de la tête (dans une gouttière en polystyrène)
• Immobilisation du corps (polystyrène, sac de billes,.....)

Signes à rechercher

• Abolition de la réponse aux stimuli douloureux
• Disparition des mouvements volontaires, absence de rétraction dans la carapace
• Myorésolution, abolition du réflexe anal

Signes inquiétants

• Disparition du réflexe cornéen
• Relâchement musculaire complet
• Ces signes sont parfois difficiles à apprécier. Le ralentissement respiratoire est parfois tel qu'il peut faire craindre la mort clinique, notamment avec les barbituriques qui donnent une anesthésie de longue durée (Thiopental) : 2 à 6 heures voire plusieurs jours.

Prévention et traitement des accidents et incidents anesthésiques

• Hypothermie
• placer la tortue sur un tapis chauffant
• Dépression respiratoire
• en cas d'anesthésie gazeuse, opérer en circuit ouvert
• lorsque cela est possible, abaisser le niveau de l'anesthésique (si IV ou gazeux)
• éviter les réinjections intempestives qui peuvent avoir un effet cumulatif
• Utiliser du doxapram (Dopram ND) : 5-10 mg/kg IV ou PO en cas de dépression cardiorespiratoire prolongée.

 

• Apnée prolongée
• une tortue supporte une absence de mouvements respiratoires prolongée
• l'oxygénation permet de diminuer les risques opératoires
• arrêter l'anesthésie gazeuse ou IV, administrer de l'oxygène
• pronostic bon avec l'isoflurane

 

• Défaillance cardiaque
• favorisée par l'état de stress, les surdosages anesthésiques, les pertes liquidiennes

   

• Pertes liquidiennes
• peuvent être prévenues par la mise en place d'une fluidothérapie
• éviter le soluté de Ringer Lactate
• utiliser le mélange 50 % Nacl à 9 % + 50 % glucose à 5 %
• ne pas dépasser 25 ml/kg/24 h, ou 1,4 ml/kg/h.

   

• Soins postopératoires
• la tortue doit être maintenue à une température proche de sa T.M.P.
• les tortues terrestres qui s'alimentent régulièrement peuvent être réalimentées dans les jours qui suivent l'intervention, dès que le réveil est correct.
• antibiothérapie postopératoire dans certains cas : chloramphénicol 50 mg/kg/j ou enrofloxacine 5-10 mg/kg/j.

 

VOIES D'ADMINISTRATION DES MEDICAMENTS

&endash; Voie buccale : à la seringue (sirop, pâte) ou ce qui est préférable avec une sonde gastro-oesophagienne.

&emdash; Technique du sondage gastro-oesophagien (utilisable aussi pour le gavage)

La contention est indispensable pour les gros sujets

La tête de la tortue est tenue entre deux doigts et tirée vers le haut. La cavité buccale est maintenue ouverte avec une pince ou un pas d'âne pour oiseaux/reptiles pour empêcher la tortue de couper la sonde avec son bec corné. Le pas d'âne n'est pas obligatoire pour les tortues calmes ou affaiblies.

Longueur nécessaire de sonde = distance du bord crânial du plastron jusqu'à la jonction plaque abdominale &emdash; plaque fémorale

Après lubrification on introduit la sonde en l'inclinant légèrement vers la gauche (estomac à gauche).

&endash; voie sous-cutanée : peu commode car la dispersion des liquides entre le tégument et le tissu conjonctif sous cutanée est assez lente et difficile.

• dans le repli des pattes, près de leur racine
• il faut masser la peau dans le sens de pénétration de l'aiguille

&endash; voie intra-musculaire : la plus pratique

• dans la portion charnue du muscle triceps brachial
• dans les muscles cruraux postérieurs

&endash; voie intra-veineuse :voie de choix pour l'administration d'anesthésiques (propofol, kétamine) ou d'antibiotiques en cas de septicémie (enrofloxacine, amikacine, cefotaxime).

&endash; voie intra-coelomique : pas de réel intérêt

• juste en arrière de la jonction dossière-plastron, en avant du membre postérieur tiré vers l'arrière.

&endash; voie intra-osseuse : particulièrement intéressante pour la fluidothérapie mais difficile à mettre en œuvre.

• pose d'un cathéter intra-osseux au niveau du pilier inguinal de la jonction plastron-dossière, au bord de la fosse fémorale. Le cathéter (aiguille à ponction lombaire) ne peut être introduit qu'après perforation de la carapace à l'aide d'une petite mèche.

&endash; voie intra-cloacale : elle mériterait d'être d'avantage explorée. Elle semble donner de bons résultats dans le traitement des endoparasitoses.

PRINCIPAUX ANESTHESIQUES UTILISABLES CHEZ LES TORTUES

 

Anesthésiques fixes
Kétamine       Tilétamine/Zolazépam     Xylazine   Propofol (Rapinovet ND) Alphadalone /alphaxalone	50-100 mg/kg SC, IM, IP, IV Induction 15 à 60 minutes Durée d'action _ heure à 3 heures Effet analgésique variable, faible myorelaxation, risques de dépression respiratoire. 5-15 mg/kg IM, IV Induction 10-20 minutes Insuffisant seul pour chirurgie longue Effet souvent imprévisible, grandes variations selon les espèces 2-4 mg/kg + kétamine 25-50 mg/kg 30 minutes plus tard Bonne myorelaxation 14-15 mg/kg Induction : 30 secondes à 1 minutes Durée d'action : 30 à 45 minutes 9 mg/kg IM Contre indiqué si insuffisance hépatique
Anesthésiques gazeux
Fluothane     Isoflurane	3-4 % en induction puis 1 à 3 % 3 à 10 cycles/minutes avec protoxyde d'azote/02 rapport 2/1 (1/1 à l'induction) 3-4 % en induction puis 1 à 3 % induction possible avec kétamine IV ou Propofol IV Débit oxygène 1-2 litres/minutes Réveil 5 à 10 minutes
Agents sédatifs
Acepromazine Chlorpromazine Diazepam Midazolam	0,1-0,5 mg/kg IM 10 mg/kg 0,2-0,6 mg/kg 2 mg/kg SC, IM + kétamine 20-40 mg/kg SC, IM
Inhibiteurs des sécrétions bronchiques
Atropine     Glycopyrronium (Robinul ND)	0,01-0,04 mg/kg SC, IM, IV 10 minutes avant anesthésie prévention et traitement des oedèmes pulmonaires lors d'une anesthésie aux barbituriques 10 µg/kg SC, IM, IV prolonge ou potentialise les effets de l'atropine diminue les sécrétions salivaires et gastriques réduit la bradycardie
Analgésiques
Flunixine Meloxicam Ketoprofen	0,1-0,5 mg/kg IM, IV /12-24 heures pendant 1 jour ou 2. 0,1-0,2 mg/KG PO/24 heures. Douleurs chroniques ou orthopédiques 2 mg/kg SC, IM pendant 1 jour ou 2.

• FLUIDOTHERAPIE
  

L'eau représente chez les tortues (et tous les reptiles) un volume de 70 à 75 % du poids total dont 45 à 60 % sont répartis dans le secteur extracellulaire. Le secteur extracellulaire est plus riche en Na et plus pauvre en K que le secteur intracellulaire et inversement. L'osmolarité du plasma est telle qu'une solution saline à 0,8 % est isotonique ; le soluté Nacl à 9 % est donc hypertonique.

La déshydratation la plus fréquemment observée est une déshydratation extracellulaire hypernatrémique par pertes liquidiennes. Elle nécessite un soluté hypotonique (ex. 50 % Nacl à 9 % + 50 % glucose à 5 %). Le soluté de Ringer lactate doit être évité car l'acide lactique est difficilement catabolisé par le foie des tortues et il peut engendrer une myasthénie et une prostration.

Les solutés de réhydratation doivent toujours être réchauffés à 30°c avant administration. Elles peuvent être perfusées par voie IV, Intra-coelomique, intra-osseuse, à raison de 20 ml/kg/24 h sans dépasser 1,4 ml/kg/h.

 

 

Bibliographie

1. BOURDEAU P. Pathologie des tortues 3^ème partie : aff. Resp., autres aff. Et thérapeutique. Le Point Vétérinaire, 1991, 21,119,45-61.
2. FRYE F.L. Antibiotic therapy in reptile medecine, In : Reptile Care, Vol. II. TFH Public, Inc, Neptune City, 1991 : 620-633.
3. MADER DR. Reptile medicine and Surgery. WB Saunders Company, Philadelphia, 374-379.
4. SCHILLIGER L. Thérapeutique des NAC : reptiles. EPU ENVA 20 mars 1999.